▎实验流程 ：
1. 取 1~5 mL 过夜培养的菌液，12,000 ×g 离心 1 min，收集菌体，尽量吸除上清；
2. 加入 250 μL Buffer P1（请先检查是否已加入 RNase A）重悬菌体沉淀（若菌体沉淀未彻底悬浮会影响裂解
效果，导致提取得率和纯度偏低），涡旋振荡至无菌块为止；
3. 加入 250 μL Buffer P2，温和地上下翻转 6~8 次，室温静置2~4 min，使菌体充分裂解；
*此步需要温和翻转，不能剧烈震荡，以免打断基因组DNA，使提取的质粒中含有基因组DNA 片段。
混合后菌体应变得清亮粘稠，若未变得清亮，可能是由于菌体量过多，裂解不充分导致，应减少菌体量。
4. 加入 350 μL Buffer P3，温和地上下翻转 6~8 次，充分混匀（此时溶液变黄，会出现白色絮状沉淀），12,000
×g 离心 10 min；
5. 小心吸取上清，将上清转入吸附柱中（注意不要吸出沉淀），12,000 ×g 离心 1 min，倒掉收集管中的废
液，将吸附柱放回空收集管；
6. 在吸附柱中加入600 μL Buffer PW（使用前确认已加入指定体积的无水乙醇）12,000 × g离心1 min，弃废
液；
7. 重复步骤 6一次；
8. 将吸附柱放回空收集管中，12,000 ×g 离心 1 min；
9. 取出吸附柱 ，放入干净的 1.5 mL 离心管中，室温开盖静置 2 min，使残留的乙醇挥发。在吸附膜的中间
部位加入 50~100 μL Elution Buffer（60~65℃预热 Elution Buffer 效果更好），室温静置1 min，12,000 ×g 离
心 1 min。
*洗脱体积越大，洗脱得率越高，如需得到较高浓度的 DNA，可以适当减少洗脱体积，但最小体积不应
少于25 μL，体积过小会降低 DNA 洗脱得率，降低产量。洗脱液的 pH 值对于洗脱效率有很大影响。若后
续做测序，建议ddH2O 洗脱，并保证其pH值在7.0~8.5 范围内，pH值低于7.0会降低洗脱效率；且DNA
产物应保存在-20°C，以防 DNA 降解。
▎注意事项 ：
1. Buffer P1 在使用前先加入 RNase A（试剂盒中提供的 RNase A 全部加入），混匀后置于 2~8℃ 保存；
2. 第一次使用前，向 Buffer PW 中加入无水乙醇，加入量参见瓶上标签；
3. 当环境温度低时，Buffer P2 中的 SDS 可能出现浑浊或析出沉淀，将其 37℃水浴加热几分钟即可恢复澄
清，请勿剧烈摇晃，以免形成泡沫；
4. Buffer P3 中含刺激性溶液，操作时要戴乳胶手套、口罩和眼镜。若沾染皮肤、眼睛应立即用大量清水或生
理盐水冲洗，必要时及时就医；
5. 各溶液使用后请立即盖紧盖子；
6. 质粒提取得率和质量与宿主菌的种类、质粒拷贝数、质粒的稳定性等因素有关。
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